111 年 國立臺灣大學醫學檢驗暨生物技術學系碩士班（一般生）《分子生物學（C）》

非編碼 RNA (non-coding RNA, ncRNA) 是指一類在轉錄後不會被轉譯成蛋白質的 RNA 分子。傳統上，人們認為這些 RNA 只是基因轉錄的副產品，但近年來的研究發現 ncRNA 在細胞內扮演著多樣且重要的調控功能。

ncRNA 的主要功能包括：

1. 基因表現調控：
   • 微小 RNA (microRNA, miRNA)：長度約 20-22 個核苷酸，能與目標 mRNA 結合，抑制其轉譯或誘導其降解，從而調控基因表現。
   • 小分子 RNA (small interfering RNA, siRNA)：與 miRNA 類似，但通常由外源 RNA（如病毒 RNA）或內源重複序列產生，在 RNA 干擾 (RNA interference, RNAi) 路徑中發揮作用，調控基因表現。
   • 長鏈非編碼 RNA (long non-coding RNA, lncRNA)：長度超過 200 個核苷酸，功能多樣，可以作為基因的調控因子，影響染色質結構、轉錄、轉譯等過程。

噬菌體（Bacteriophage）感染細菌後，可以選擇進入裂解週期（lytic cycle）或溶原週期（lysogenic cycle）。這兩種週期的選擇與基因表現的調控密切相關，主要由噬菌體基因組中的特定基因（如噬菌體 $\lambda$ 的 cI, cro 等基因）及其產物來決定。

裂解週期 (Lytic Cycle):
在裂解週期中，噬菌體基因組複製，組裝成新的噬菌體顆粒，最終裂解細菌細胞並釋放子代噬菌體。此週期的基因表現調控特點是：

1. 早期基因表現：首先表現的是與噬菌體 DNA 複製和噬菌體顆粒組裝相關的早期基因。
2. 晚期基因表現：接著表現的是結構蛋白基因（晚期基因），用於組裝新的噬菌體。
3. 裂解基因表現：最後表現的是裂解酶基因，負責破壞細菌細胞壁，導致細胞裂解。
4. 調控機制：例如在噬菌體 $\lambda$ 中，Cro 蛋白的表現是關鍵。Cro 蛋白能夠結合到噬菌體 DNA 的操縱子上，抑制裂解週期所需的早期基因（如 cI 基因，其產物是阻遏蛋白 P-repressor）的轉錄。當 Cro 的濃度升高時，它會優先抑制 P-repressor 的合成，從而驅動裂解週期的進行。

溶原週期 (Lysogenic Cycle):
在溶原週期中，噬菌體基因組整合到細菌染色體中（稱為前噬菌體，prophage），並隨著細菌的複製而傳代。在適當條件下，前噬菌體可以被誘導，進入裂解週期。此週期的基因表現調控特點是：

1. 阻遏蛋白 (Repressor) 的持續表現：最關鍵的調控因子是能夠抑制大多數噬菌體基因（包括裂解基因和自身基因）轉錄的阻遏蛋白。在噬菌體 $\lambda$ 中，這個阻遏蛋白是由 cI 基因編碼的 P-repressor。

CRISPR (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats) 是一種存在於細菌和古細菌中的適應性免疫系統，能夠辨識並清除入侵的病毒 DNA。科學家們利用這個系統的原理，將其轉化為一種強大的基因編輯工具，被譽為「基因剪刀」。

CRISPR 系統的組成與原理：
CRISPR 系統主要包含兩個關鍵組件：

1. CRISPR RNA (crRNA)：由細菌的 CRISPR 陣列（包含重複序列和间隔序列）轉錄而來。间隔序列是細菌先前入侵病毒的 DNA 片段，經過加工後形成 crRNA。
2. Cas 蛋白 (CRISPR-associated protein)：一種核酸酶，能夠切割 DNA。在 CRISPR-Cas9 系統中，最著名的是 Cas9 蛋白，它是一種雙鏈 DNA 切割酶。

當病毒再次入侵時，Cas 蛋白會與 crRNA 結合，形成一個複合物。crRNA 中的间隔序列會識別並結合到入侵病毒 DNA 中對應的序列（稱為 protospacer）。一旦識別成功，Cas 蛋白就會在目標 DNA 序列處進行切割，從而破壞病毒基因組，實現免疫。

CRISPR 作為基因編輯工具的應用：
科學家們將 CRISPR 系統改造為一種精確的基因編輯工具，其核心是利用 Cas9 蛋白與一個人工設計的單鏈導向 RNA (guide RNA, gRNA) 來實現。gRNA 結合了 crRNA 和 tracrRNA 的功能，其中包含用於識別目標 DNA 序列的引導序列（約 20 個核苷酸）和結合 Cas9 蛋白的結構部分。

其應用步驟如下：

1. 設計導向 RNA (gRNA)：根據想要編輯的目標基因序列，設計一段與之互補的引導序列，並與 Cas9 結合的結構部分連接，形成 gRNA。
2. 遞送至細胞：將編碼 Cas9 蛋白的 DNA 或 mRNA，以及設計好的 gRNA，一起遞送到目標細胞中（例如通過轉染、病毒載體等方式）。
3. 目標 DNA 切割：在細胞內，gRNA 會引導 Cas9 蛋白識別並結合到基因組中與 gRNA 引導序列互補的目標 DNA 位點。

基因沉默 (Gene silencing) 是一種通過抑制基因表現來降低或消除特定基因產物（RNA 或蛋白質）水平的過程。這種現象在生物體內廣泛存在，並且可以通過多種分子機制實現。以下是幾種主要的基因沉默途徑：

1. RNA 干擾 (RNA Interference, RNAi)：

   • 機制：RNAi 是一種由雙鏈 RNA (dsRNA) 引發的基因沉默機制。 dsRNA 可以通過外源引入（如病毒感染）或內源產生（如 mirRNA 的前驅物）進入細胞。
   • 關鍵分子：
     • Dicer：一種 RNase III 家族的核酸酶，負責將 dsRNA 切割成小分子 RNA，如小干擾 RNA (siRNA) 和微小 RNA (miRNA)，長度約 20-25 個核苷酸。
     • RNA 誘導沉默複合物 (RNA-induced silencing complex, RISC)：由 Dicer 產生的 si/miRNA 與多種蛋白質（包括一種關鍵的切割性核酸酶 Argonaute, Ago）組成的 RISC 複合物。
   • 沉默過程：RISC 複合物中的 miRNA 或 siRNA 的其中一股（稱為乘客鏈，passenger strand）會被丟棄，而另一股（稱為引導鏈，guide strand）則會與細胞內具有互補序列的目標 mRNA 結合。
   • 結果：
     • mRNA 降解：如果引導鏈與目標 mRNA 的互補性非常完美，Ago 蛋白（作為 RISC 的一部分）會催化切割目標 mRNA，導致其降解。
     • 轉譯抑制：如果互補性不完美（常見於 miRNA），RISC 複合物會結合到目標 mRNA 的 3' 非轉譯區 (3' UTR)，阻礙核糖體的結合或移動，從而抑制蛋白質的轉譯。
   • 應用：RNAi 技術是實驗室中常用來進行基因功能研究和基因沉默的工具。

2. 基因甲基化 (DNA Methylation)：

   • 機制：DNA 甲基化是在 DNA 分子上（通常是胞嘧啶的 5' 位置，形成 5-甲基胞嘧啶）添加甲基基團的化學修飾，主要發生在 CpG 二核苷酸區域。
   • 調控作用：

RNA (核糖核酸) 比 DNA (去氧核糖核酸) 不穩定，主要原因在於其結構上的差異，特別是 2' 位置的羥基 (-OH)。

以下是詳細解釋：

1. 2' 位置的羥基 (Hydroxyl group at the 2' position)：

   • DNA：DNA 的脫氧核糖（deoxyribose）在 2' 位置上只有一個氫原子 (H)，沒有羥基。
   • RNA：RNA 的核糖（ribose）在 2' 位置上帶有一個羥基 (-OH)。
   • 影響：這個 2' 的羥基使得 RNA 分子比 DNA 更容易受到化學攻擊。在鹼性條件下，2'-OH 可以充當親核試劑，攻擊相鄰的 3'-磷酸二酯鍵，導致 RNA 鏈斷裂，形成 2',3'-環狀單磷酸酯。這個反應會破壞 RNA 的結構。DNA 由於缺乏 2'-OH，則不易發生此類分子內親核攻擊。

2. 雙鏈結構 vs. 單鏈結構 (Double-stranded vs. Single-stranded)：

   • DNA：DNA 通常是雙鏈結構，兩條鏈通過氫鍵結合，形成穩定的雙螺旋。這種雙鏈結構在物理和化學上都更穩定，並且可以通過其中一條鏈作為模板來修復損傷的另一條鏈。
   • RNA：大多數 RNA 分子是單鏈結構。

次世代定序 (Next-Generation Sequencing, NGS)，也稱為高通量定序 (High-Throughput Sequencing, HTS)，是相對於第一代 Sanger 定序技術而言的一系列快速、大通量的 DNA 或 RNA 定序技術的總稱。它徹底改變了基因組學、轉錄組學、表觀基因組學等領域的研究方式。

1. 方法原理 (Methodology Principles)
NGS 技術的核心思想是「平行定序」(parallel sequencing)，即在一個反應中同時對數百萬甚至數十億個 DNA 片段進行定序。儘管不同的 NGS 技術有細微差別，但基本原理通常包括：

• DNA 片段化 (DNA Fragmentation)：將目標 DNA 或 cDNA 分子隨機打斷成小片段（通常為幾百 bp）。
• 接頭連接 (Adapter Ligation)：在片段的兩端連接特定的接頭序列 (adapters)。這些接頭包含用於 PCR 擴增、定序起始和橋式 PCR 的序列。
• 文庫製備 (Library Preparation)：將帶有接頭的 DNA 片段組合成定序文庫 (sequencing library)。
• 質體擴增 (Clonal Amplification)：將文庫中的每個 DNA 片段在固體載體（如微珠或流動槽）上進行 PCR 擴增，產生大量相同的 DNA 複製品（稱為克隆集落或簇），以提高信號強度。
• 定序反應 (Sequencing Reaction)：
  • 邊合成邊定序 (Sequencing by Synthesis, SBS)：這是最常見的原理，如 Illumina 技術。通過向反應體系中加入帶有螢光標記的核苷酸和 DNA 聚合酶，在 DNA 模板上合成互補鏈。每次加入一種核苷酸，螢光信號會被檢測到，從而確定該位置的鹼基。每加入一次核苷酸，螢光基團和終止基團會被移除，允許下一個核苷酸的加入。
  • 其他原理：還有其他定序原理，如邊連接邊定序 (Sequencing by Ligation, SBL, 如 SOLiD)、測量離子電流變化 (Ion Semiconductor Sequencing, 如 Ion Torrent) 等。
• 數據分析 (Data Analysis)：將產生的海量定序讀數 (reads) 與參考基因組比對，或進行 de novo 組裝，以重建基因組序列、識別變異、定量基因表達等。

2. 機台種類 (Machine Types)
主要的 NGS 平台提供商及其技術包括：

• Illumina：市場領導者，採用邊合成邊定序 (SBS) 技術，提供多種型號的定序儀（如 MiSeq, NextSeq, NovaSeq），通量和讀長可變。
• Thermo Fisher Scientific (Ion Torrent)：採用離子半導體定序技術，基於偵測核苷酸聚合時釋放的氫離子引起的 pH 值變化。
• Pacific Biosciences (PacBio)：採用單分子實時定序 (Single-Molecule Real-Time, SMRT) 技術，能夠獲得極長讀長 (long reads)。

針對新發現的潛在致癌基因 (oncogene)，為證明其促進癌細胞生長與轉移的假設，並探討其臨床應用價值，我將設計一套系統性的實驗，結合多種分子生物學技術。

此題主要在考驗對即時定量聚合酶鍊鎖反應 (RT-qPCR) 的原理、結果判讀以及與實驗設計相關的幾個關鍵概念的理解。

核心觀念： RT-qPCR 是一種靈敏且定量的技術，用於測量 RNA 的表現量。其關鍵在於利用螢光信號來追蹤 PCR 產物的累積，並通過 Ct 值來推斷起始 RNA 的量。

題目內容分析：
圖片顯示了四條曲線，代表了實驗組和對照組 (control group) 對於 gene A 和 internal control 的相對螢光單位的變化。橫軸是 PCR 循環次數 (Cycles)，縱軸是相對螢光單位 (Relative Fluorescence Units)。

• 對照組 internal control
• 實驗組 internal control
• 對照組 gene A
• 實驗組 gene A

圖中標示了幾個 Ct 值：

• Ct=15.3 (實驗組 gene A)
• Ct=18.9 (對照組 gene A)
• Ct=22.7 (對照組 internal control)
• Ct=27.1 (實驗組 internal control)

接下來是針對圖表與 RT-qPCR 相關的幾個小題的解釋。

A. 即時定量聚合酶鍊鎖反應的原理為何?(2分)
即時定量聚合酶鍊鎖反應 (Real-time quantitative Polymerase Chain Reaction, RT-qPCR) 是一種用於定量測量特定 RNA 分子（通過逆轉錄成 cDNA 後）在樣本中相對或絕對豐度的技術。其原理基於以下幾點：

1. 逆轉錄 (Reverse Transcription, RT)：首先，從細胞或組織樣本中提取總 RNA。然後，利用逆轉錄酶 (reverse transcriptase) 將目標 RNA 分子（如 mRNA）反轉錄成互補的 DNA (cDNA)。
2. 定量 PCR (Quantitative PCR, qPCR)：將 cDNA 作為模板，與特異性的引物 (primers) 和 DNA 聚合酶混合，在 PCR 儀器中進行多次循環的 DNA 擴增。
3. 螢光信號偵測：在 PCR 過程中，加入兩種主要的螢光信號偵測方式：
   • TaqMan 探針 (TaqMan probe)：一種標記有螢光基團 (reporter dye) 和淬滅基團 (quencher dye) 的寡核苷酸探針，其序列能與 PCR 產物中的特定區域結合。在擴增過程中，Taq 酶的 5'-3' 外切酶活性會切斷探針，使螢光基團與淬滅基團分離，從而釋放出螢光信號。
   • SYBR Green 染劑 (SYBR Green dye)：一種能與雙鏈 DNA 結合並發出螢光的染劑。當 DNA 聚合酶合成新的雙鏈 DNA 時，SYBR Green 染劑會與之結合，產生螢光信號。
4. 即時監測與 Ct 值：PCR 儀器會實時監測螢光信號的強度。當螢光信號強度達到預設的閾值 (threshold) 時，對應的 PCR 循環次數即為 Ct 值 (Cycle threshold)。Ct 值與起始模板的量呈負相關：模板量越多，達到閾值所需的循環次數越少，Ct 值越小；模板量越少，Ct 值越大。
5. 定量分析：通過比較不同樣本的 Ct 值，或與標準曲線進行比對，可以計算出目標 RNA 的起始量。為了準確比較，通常需要進行相對定量（與內參基因比較）或絕對定量（與已知濃度的標準品比較）。

B. Ct 值的意義為何?(1分)
Ct 值 (Cycle threshold) 是指在即時定量 PCR 過程中，螢光信號強度首次超過背景閾值所需的 PCR 循環次數。

• 意義：Ct 值是衡量起始模板分子數量的指標。
  • Ct 值越小：表示 PCR 產物達到閾值所需的時間越短，說明起始模板量越多。
  • Ct 值越大：表示 PCR 產物達到閾值所需的時間越長，說明起始模板量越少。

捕捉周邊循環腫瘤細胞 (Circulating Tumor Cells, CTCs) 並檢測其攜帶的癌症基因突變，是一個極具挑戰性但前景廣闊的領域，稱為「液體切片 (Liquid Biopsy)」的一部分。這項技術能夠提供腫瘤的動態資訊，輔助診斷、預後判斷和治療決策，且具有微創性。要達成此目標，需要整合多種生物學和醫學技術。

整體策略與步驟：

1. 採樣 (Sample Collection)：

   • 從癌症患者體內抽取血液樣本（通常為數毫升到數十毫升）。
   • 樣本的採集、處理和儲存條件對 CTC 的存活和後續分析至關重要，需要標準化流程。

2. CTC 的分離與富集 (Isolation and Enrichment of CTCs)：
   CTCs 在血液中數量極其稀少（每毫升血液中可能只有幾個到幾百個），而血液細胞（如白血球、紅血球）數量龐大。因此，分離和富集是關鍵步驟。常用的方法包括：

   • 基於細胞表面標記物的免疫磁珠分離 (Immunomagnetic separation based on cell surface markers)：
     • 原理：利用腫瘤細胞表面特異表達的標記物（如 EpCAM, HER2, MUC1 等）與對應的抗體結合，抗體再連接到磁珠上。通過磁場將帶有 CTCs 的磁珠分離出來。
     • 分子生物學技術：單克隆抗體技術、免疫化學、生物感測器。
   • 基於細胞大小和物理特性的過濾或離心 (Filtration or centrifugation based on cell size and physical properties)：
     • 原理：CTCs 通常比血細胞大，且細胞膜較硬。利用微流控晶片 (microfluidic chips) 或特製濾網，通過孔徑大小或流體動力學原理來物理分離 CTCs。
     • 分子生物學技術：微流體學、細胞分選技術。
   • 基於細胞形態學或螢光的細胞分選 (Fluorescence-activated cell sorting, FACS or imaging-based sorting)：
     • 原理：在分離後，對細胞進行染色（如對 CTCs 進行特定標記物染色，對血細胞進行排除標記物染色），然後利用 FACS 或其他自動化顯微鏡系統進行進一步分選。
     • 分子生物學技術：螢光標記技術、流式細胞儀、顯微成像。
   • 富集後檢測：
     • 上游驗證：使用 RT-qPCR 或FISH (Fluorescence in situ hybridization) 檢測 CTCs 中常見的癌基因（如 HER2 擴增）。

3. CTC 的檢測與確認 (Detection and Confirmation of CTCs)：
   為了確保分離出的細胞確實是 CTCs，需要進行確認：

   • 陽性標記物檢測：如上所述，檢測上皮細胞黏附分子 (EpCAM) 等。
   • 陰性標記物檢測：檢測血液細胞特有的標記物（如 CD45, CD14, CD34），確保分離出的細胞不是白血球。
   • 細胞形態學觀察：通過染色和顯微鏡觀察，評估細胞核的大小、染色質特徵等。

4. 癌症基因突變的檢測 (Detection of Cancer Gene Mutations in CTCs)：
   一旦分離並確認了 CTCs，就可以進行基因突變檢測。由於 CTCs 數量極少，需要高靈敏度的技術。

   • 單細胞基因組學 (Single-cell genomics)：
     • 原理：對單個 CTC 進行全基因組擴增 (Whole Genome Amplification, WGA)，然後進行定序。
     • 分子生物學技術：

數位化聚合酶鍊鎖反應 (Digital Polymerase Chain Reaction, dPCR) 是一種高靈敏度的定量 PCR 技術，它將 PCR 反應分散到數千到數百萬個獨立的微小反應室或液滴中，每個反應室僅容納一個或極少數個 DNA 分子。通過對每個獨立反應室的 PCR 產物進行二元判讀（有或無擴增），進而精確定量起始 DNA 的絕對拷貝數。

1. 原理 (Principle)
dPCR 的核心思想是「稀釋與分區」(dilution and partitioning)。

• 樣品分區 (Partitioning)：將待測 DNA 樣本與 PCR 反應組件（引物、聚合酶、dNTPs、緩衝液等）混合後，通過微流體設備、油包水乳液技術或固體微陣列，將混合物均勻地分散到成千上萬個獨立的微反應室（如微滴、微孔）中。理想情況下，每個微反應室理論上只含有一個 DNA 分子。
• PCR 擴增 (PCR Amplification)：在每個獨立的微反應室內，對其中的 DNA 分子進行標準的 PCR 擴增。
• 二元判讀 (Binary Partitioning/Droplet Counting)： PCR 結束後，每個微反應室的結果被判讀為「陽性」（發生了 PCR 擴增，產生了可偵測的信號）或「陰性」（沒有發生 PCR 擴增，信號低於閾值）。

2. 如何判讀結果 (Interpreting Results)
判讀結果基於泊松分佈 (Poisson distribution) 的原理。

• 泊松分佈：當一個事件（如一個 DNA 分子進入一個微反應室）的平均發生率 ($\lambda$) 很高時，在總數為 N 的實驗單元中，觀察到 k 個事件的機率可以用泊松分佈描述：$P(k; \lambda) = \frac{e^{-\lambda} \lambda^k}{k!}$。
• dPCR 應用：在 dPCR 中，平均每個反應室中含有 $\lambda$ 個目標 DNA 分子。我們觀測到 N 個反應室，其中 $N_0$ 個是陰性（含有 0 個 DNA 分子），$N_1$ 個是陽性（含有 1 個或更多 DNA 分子）。
• 計算起始拷貝數：
  • 陰性反應室的比例 $P(0) = \frac{N_0}{N}$。
  • 根據泊松分佈，當 k=0 時，$P(0) = e^{-\lambda}$。
  • 因此，$\lambda = -\ln(P(0)) = -\ln(\frac{N_0}{N})$。
  • $\lambda$ 代表的是 平均每個反應室中目標 DNA 分子的數量。

此題旨在考察學生對不同 DNA 聚合酶的種類、特性及生理功能的了解。DNA 聚合酶是 DNA 複製、修復和重組過程中至關重要的酶。它們負責催化新 DNA 鏈的合成，將核苷酸單體連接到 DNA 模板鏈上。

以下針對各小題列出其主要特性與生理功能，每種酶最多列出 4 項關鍵特徵，以涵蓋複製、修復、穩定性、校對等面向。

核心觀念：

• DNA 複製：包括起始、延伸、終止。需要引物（通常是 RNA 引物）來起始合成。有連續合成 (leading strand) 和不連續合成 (lagging strand) 的區別。
• DNA 修復：維持基因組穩定性，修復 DNA 損傷。有多種修復途徑，如鹼基切除修復 (BER)、錯配修復 (MMR)、核苷酸切除修復 (NER)。
• 校對功能 (Proofreading)：3' $\to$ 5' 外切酶活性，用於移除合成過程中錯配的核苷酸，提高複製準確性。
• 聚合酶活性 (Polymerase activity)：5' $\to$ 3' 的方向催化核苷酸的連接。
• 穩定性：熱穩定性、加工性 (processivity，一次結合能合成的長度)。
• 細胞類型：原核生物 vs. 真核生物。

(a) DNA polymerase $\alpha$ (3分)

• 細胞類型：真核生物。
• 主要功能：負責 DNA 複製的 起始。它具有引物合成活性，能與引物接合酶 (primase) 形成一個複合體，合成 RNA/DNA 引物。
• 特點：加工性較低，不具有校對 (proofreading) 功能。
• 生理功能：在複製起始點 (origin of replication) 合成 RNA/DNA 引物，為後續的 DNA 聚合酶 $\delta$ 和 $\epsilon$ 提供 3'-OH 端。

(b) DNA polymerase $\beta$ (3分)

• 細胞類型：真核生物。
• 主要功能：參與 鹼基切除修復 (Base Excision Repair, BER)。
• 特點：加工性較低，具有 5' $\to$ 3' 的聚合酶活性，但通常不具備 3' $\to$ 5' 校對功能。
• 生理功能：在 BER 途徑中，當單個受損鹼基被切除後，DNA 聚合酶 $\beta$ 負責填充空缺位置，合成短鏈 DNA。

(c) DNA polymerase $\delta$ (3分)

• 細胞類型：真核生物。
• 主要功能：參與 DNA 複製的 延伸，特別是 滯後鏈 (lagging strand) 合成。
• 特點：具有強大的 校對 (proofreading) 功能 (3' $\to$ 5' 外切酶活性)，加工性高。
• 生理功能：在引物移除後，負責 Okazaki 片段的延伸和連接，並參與 DNA 修復。

(d) DNA polymerase $\epsilon$ (3分)

• 細胞類型：真核生物。
• 主要功能：參與 DNA 複製的 延伸，特別是 先行鏈 (leading strand) 合成。
• 特點：具有強大的 校對 (proofreading) 功能 (3' $\to$ 5' 外切酶活性)，加工性高。
• 生理功能：負責先行鏈的連續合成，並可能參與 DNA 修復。

(e) DNA polymerase III (3分)

• 細胞類型：原核生物 (如大腸桿菌)。
• 主要功能：是原核生物 DNA 複製的 主要酶，負責 先行鏈和滯後鏈的合成。
• 特點：具有極高的 加工性 (processivity) 和 校對 (proofreading) 功能 (3' $\to$ 5' 外切酶活性)。
• 生理功能：催化大多數 DNA 的合成，確保基因組的高保真複製。

(f) DNA polymerase $\zeta$ (2分)

• 細胞類型：真核生物。
• 主要功能：參與 跨損鏈合成 (Translesion Synthesis, TLS)。
• 特點：通常 不具備校對功能。

核心觀念

本題考查 HLA 基因座的孟德爾遺傳與單倍型（haplotype）判定。

HLA-A、-B、-C、-DRB1、DQB1 位於第 6 號染色體，彼此相鄰，通常以一整組單倍型共同遺傳。每個人具有來自父親與母親的兩條 HLA 單倍型：

因此，每個基因座皆有兩個等位基因，例如：

但真正需要判定的是各座位的相位排列，例如：

而非僅列出各基因座的等位基因。

解題方法

1. 先將每個人的資料按照下列順序排列：

2. 利用 Welly 與其兄弟姊妹的 HLA 型別，找出兩人共享的完整單倍型。兄弟姊妹各自從父母獲得一條父系單倍型與一條母系單倍型，因此共享的整組 HLA 型別可用來判定 Welly 所承襲的親代單倍型。

3. 再利用 Welly 子女的基因型判定 Welly 傳給子女的單倍型。子女的一條單倍型來自 Welly，另一條來自妻子；將子女的兩條單倍型與 Welly、妻子的已知型別比對，即可區分親子來源。

4. 每一個候選單倍型都必須同時符合以下條件：